ОСОБЕННОСТИ ПРОЛИФЕРАЦИИ И АПОПТОЗА ЭПИТЕЛИОЦИТОВ ТОЛСТОЙ КИШКИ КРЫС ПОСЛЕ ОБЛУЧЕНИЯ В ДОЗЕ 8 ГР

Эпителиальные клетки кишечника характеризуются высокой митотической активностью и обладают высокой радиочувствительностью ко всем видам ионизирующего облучения, которые вызывают их повреждение. В современной морфологии и радиологии отсутствуют данные о воздействии активных электронов на слизистую оболочку кишечника, несмотря на перспективность и активное внедрение этого вида излучения для терапевтических целей в онкологии. Цель исследования: иммуногистохимическая оценка пролиферации и апоптоза клеток эпителия толстой кишки самцов крыс линии Вистар после локального облучения электронами в дозе 8 Гр. Облучение животных производили на линейном ускорителе NOVAC-11, при мощности дозы 1 Гр/мин, энергии 10 МэВ и частоте 9 Гц, диаметр поля облучения тазово-абдоминальной области составил 100 мм. Животных из каждой группы выводили из эксперимента на первые и третьи сутки. Гистологические препараты ободочной кишки (n=30) двух групп, первой – контрольной (n=10) и второй, опытной группы (n=20) исследовали иммуногистохимическим методом с антителами к Ki-67 и Cas3. В препаратах крыс, выведенных через сутки после облучения, выявили преобладание апоптотических процессов. Количество позитивных клеток на окраску с антителами к каспазе 3 было увеличено в 1,5 раза в опытной группе по сравнению с контрольной, а количество Ki-67-позитивных клеток, напротив, было снижено, в 1,5 раза. На 3 сутки после облучения электронами в эпителии толстой кишки количество иммунопозитивных клеток не отличалось от контрольных значений. Таким образом, при локальном однократном облучении электронами тазово-абдоминальной области крыс в дозе 8 Гр через сутки отмечается снижение количества стволовых эпителиальных клеток кишечных крипт ободочной кишки, что подтверждено сдвигом пролиферативно-апоптотического баланса в сторону гибели клеток. В динамике наблюдения на третьи сутки эксперимента наблюдается увеличение пула пролиферирующих клеток с последующим восстановлением кишечных крипт.

1. Zhang L, Yu J. Role of apoptosis in colon cancer biology, therapy, and prevention. Curr Colorectal Cancer Rep. 2013;9(4):10.1007/s11888-013-0188-z. DOI:10.1007/s11888-013-0188-z

2. Booth C, Tudor G, Tudor J, et al. The Acute Gastrointestinal Syndrome in High-Dose Irradiated Mice. Health Phys 2012;103:383–399

3. Akpolat M, Oz ZS, Gulle K, et al. X irradiation induced colonic mucosal injury and the detection of apoptosis through PARP-1/p53 regulatory pathway. Biomedicine & Pharmacotherapy 2020;127:110134. DOI:10.1016/j.biopha.2020.110134

4. Hauer-Jensen M, Denham JW, Andreyev HJN. Radiation enteropathy—pathogenesis, treatment and prevention. Nat Rev Gastroenterol Hepatol 2014;11:470–479. DOI:10.1038/nrgastro.2014.46

5. Araujo IK, Muñoz-Guglielmetti D, Mollà M. Radiation-induced damage in the lower gastrointestinal tract: Clinical presentation, diagnostic tests and treatment options. Best Pract Res Clin Gastroenterol 2020;48–49:101707. DOI:10.1016/j.bpg.2020.101707.

6. Negroni A, Cucchiara S, Stronati L. Apoptosis, Necrosis, and Necroptosis in the Gut and Intestinal Homeostasis. Mediators Inflamm 2015;2015:250762. DOI:10.1155/2015/250762

7. McIntosh A, Meikle LM, Ormsby MJ, et al. SipA Activation of Caspase-3 Is a Decisive Mediator of Host Cell Survival at Early Stages of Salmonella enterica Serovar Typhimurium Infection. Infection and Immunity 2017;85:e00393-17. DOI: 10.1128/IAI.00393-17

8. Beroske L, Van den Wyngaert T, Stroobants S, et al. Molecular Imaging of Apoptosis: The Case of Caspase-3 Radiotracers. IJMS 2021;22:3948. DOI:10.3390/ijms22083948

9. Rubio CA, Jalnäs M. Dose-time-dependent histological changes following irradiation of the small intestine of rats. Digest Dis Sci 1996;41:392–401. DOI:10.1007/BF02093834

10. Otsuka K, Suzuki K. Differences in Radiation Dose Response between Small and Large Intestinal Crypts. Radiation Research 2016;186:302–314. DOI:10.1667/RR14455.1

11. Schüler E, Acharya M, Montay-Gruel P, et al. Ultra-high dose rate electron beams and the FLASH effect: From preclinical evidence to a new radiotherapy paradigm. Medical Physics 2022;49:2082–2095. DOI:10.1002/mp.15442

12. Tam SY, Wu VWC. A Review on the Special Radiotherapy Techniques of Colorectal Cancer. Frontiers in Oncology 2019;9:208. DOI: 10.3389/fonc.2019.00208

13. Muschel RJ, Hammond EM, Dewhirst MW. A New Assay to Measure Intestinal Crypt Survival after Irradiation: Challenges and Opportunities. Cancer Research 2020;80:927–928. DOI:10.1158/0008-5472.CAN-19-4045

14. Moussa L, Usunier B, Demarquay C, et al. Bowel Radiation Injury: Complexity of the Pathophysiology and Promises of Cell and Tissue Engineering. Cell Transplant 2016;25:1723–1746. DOI:10.3727/096368916X691664

15. Weiber S, Bjelkengren Gör, et al. Radiation Effects in the Colon: An Experimental Study in the Rat. Acta Oncologica 1993;32:565–569. DOI:10.3109/02841869309096119

16. Pejchal J, Novotný J, Mařák V, et al. Activation of p38 MAPK and expression of TGF-β1 in rat colon enterocytes after whole body γ-irradiation. International Journal of Radiation Biology 2012;88:348–358. DOI:10.3109/09553002.2012.654044

17. Karmakar S, Deng L, He XC, Li L. Intestinal epithelial regeneration: active versus reserve stem cells and plasticity mechanisms. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology 2020;318:G796–802. DOI:10.1152/ajpgi.00126.2019

18. Rees WD, Tandun R, Yau E, et al. Regenerative Intestinal Stem Cells Induced by Acute and Chronic Injury: The Saving Grace of the Epithelium? Front. Cell Dev. Biol. 2020;8:583919. DOI:10.3389/fcell.2020.583919